Анестезия кроликов

• лечение кроликов

УДК 619:617-089.5:636.92
Статья: "Условия, необходимые для успешной анестезии кроликов"
Successful management of rabbit anesthesia

О.Н. Мелентьев кандидат ветеринарных наук, доцент кафедры болезней птиц, рыб, пчел и пушных зверей. ФГОУ ВПО «Санкт-Петербургская государственная академия ветеринарной медицины».

Факторы, влияющие на риск анестезии у кроликов

Существует много факторов, влияющих на риск анестезии, наиболее существенными являются стресс, гипоксия, предшествующие болезни. Клинический осмотр перед анестезией дает представление об общем состоянии кролика. Взвешивание необходимо для точного расчета доз используемых препаратов. Хорошее оборудование для анестезии, корректный подсчет доз и наблюдение за ходом анестезии делают ее безопаснее.

There are many problems associated with rabbit anesthesia: stress, hypoxia and preexisting diseases. Clinical examination prior to anesthesia gives an idea of the general health status of the rabbit. An accurate weight is required to calculate the dosages of drugs that are to be used. Good anesthetic equipment, the correct range of drugs and an observant anesthetist improve anesthetic safety.

За десятилетия использования кроликов в качестве лабораторных животных и развития ветеринарной медицины кроликов, содержащихся как домашние питомцы, были предприняты попытки использования большинства препаратов, применяемых в медицинской и ветеринарной анестезиологии [1; 5; 10; 12]. Накопленный опыт свидетельствует, что многие средства применяемые для седации, анестезии и анальгезии, но эффективные и безопасные дозы препаратов, их фармакодинамика у этих животных, применение комбинаций препаратов, имеет значительные особенности [9].

Анестезия обоснованно воспринимается многими ветеринарными врачами и владельцами как высоко рискованная процедура, хотя некоторые имеющиеся в настоящее время препараты можно использовать достаточно безопасно [4]. Исследования смертности собак, кошек и кроликов, связанной с анестезией и седацией, опубликованные Brodbelt DC. at al. в 2008 году, показали, что средняя смертность собак составляет 0,17%, кошек 0,24%, а кроликов 1,39% [3]. При разработке анестезиологического протокола необходимо учитывать значительные биологические особенности этих животных, что позволит уменьшить риск.

Существует много факторов, влияющих на риск анестезии, наиболее существенными являются стресс, гипоксия, предшествующие болезни. Часто несколько перечисленных факторов присутствуют у одного кролика. Громкие звуки, незнакомая обстановка, запах других животных также оказывают влияние [10].

Интубирование кролика

Интубирование трудно из-за анатомических особенностей ротовой полости, носоглотки и трахеи. Из-за малого объема грудной клетки у кроликов часто развивается гипоксия. Дыхательный объем составляет только 4-6 мл/кг и легкие имеют небольшой объем по сравнению с органами брюшной полости. Вдох и выдох осуществляются преимущественно за счет движений диафрагмы, а не за счет межреберных мышц. Такое положение кролика во время анестезии, когда органы брюшной полости давят на диафрагму, может препятствовать дыхательным движениям [7].

Даже внешне здоровые они могут быть скрытыми носителями таких заразных болезней как пастереллез и энцефалитозооноз. Поражение легких, вызванное в первую очередь Pasteurella multocida, может затруднить газообмен в альвеолах. Поражения почек и головного мозга, вызванные энцефалитозоонозом, могут привести к другим осложнениям.

Кроме того, если кролик перед газовой анестезией не был успокоен, он, почувствовав запах газа, задерживает дыхание, возникает апноэ в сочетании с брадикардией и гиперкапнией. В исследовании Flecknell et al. (1996), период апноэ длился от 30 секунд до 2 минут при использовании изофлюрана и галотана через лицевую маску и в индукционной камере [6]. Некоторые анестетики (медетомидин/кетамин) вызывают падение артериального давления и оксигенации, увеличивая риск гипоксии [8].

Болезни зубов и нарушение работы кишечника вызывают истощение и слабость, усиленное слюнотечение может привести к обезвоживанию и нарушению баланса электролитов. Ожиревшие кролики склонны к развитию гипертензии и кардиальной гипертрофии. Гиперинсулинемия, гипергликемия и увеличение уровня триглицеридов часто встречаются в сыворотке крови ожиревших кроликов, и липидоз печени у них развивается быстро, после короткого периода без корма, особенно если у кролика сильный стресс.

Ожиревшие кролики - самые трудные пациенты для хирургических операций [11]. Освобождение эндогенных катехоламинов в результате стресса и боли может быть причиной сердечной аритмии. Кролики чрезвычайно чувствительны к боли, особенно после операций на брюшной полости и удаления резцов. Боль является особенно сильным стрессором, она приводит к уменьшению аппетита, замедлению моторики кишечника, может вызвать кишечный стаз и, в конечном итоге, смертельный липидоз печени. Врожденные пороки сердца, такие как дефект межжелудочковой перегородки, приводят к кардиомиопатии, особенно у кроликов гигантских пород [13].

Клинический осмотр перед анестезией

Клинический осмотр перед анестезией дает представление об общем состоянии кролика. Некоторые ослабленные кролики нуждаются в поступлении питательных веществ перед анестезией. Дегидратированные, в состоянии шока или гипотензии пациенты нуждаются во внутривенном или внутрикостном введении жидкостей. У кроликов не бывает рвоты [14], таким образом, в выдержке без корма необходимости нет, хотя короткий период в 1-2 часа позволяет быть уверенным, что в ротовой полости нет кормовых частиц, и желудок не переполнен.

Взвешивание необходимо для точного расчета доз используемых препаратов. Количество корма в желудочно-кишечном тракте изменяется в разное время дня и может повлиять на результаты взвешивания. Кролики могут иметь значительное количество корма в пищеварительном тракте, особенно в слепой кишке. Жирные животные нуждаются в меньших дозах препаратов, чем тощие, поэтому некоторые авторы рекомендуют рассчитывать дозы исходя из уровня метаболизма, зависящего от массы тела [2].

Во время анестезии опасность гипоксии можно снизить, если положить его таким образом, чтобы органы брюшной полости не давили на диафрагму. Вытягивание шеи и извлечение языка из ротовой полости не только позволяет следить за цветом слизистой оболочки, но также убирает основание языка из глотки и открывает дыхательные пути.

Дыхательные движения осуществляются в большей степени за счет движений диафрагмы, и визуальный подсчет может быть затруднен, хирургические поля также затрудняют наблюдение за дыханием. Во всех случаях предпочтительнее использовать монитор состояния пациента.

При анестезии они нуждаются в постоянном поступлении кислорода. Оксигенация перед анестезией снижает риск возникновения гипоксии, если кролик задерживает дыхание. Кислород можно давать через лицевую маску (Фото. 1), эндотрахеальную или назальную трубку или даже через трубку, вставленную в глотку через рот.

Фото 1. Прозрачная лицевая маска

Сбалансированная анестезия

Как и у животных других видов, только сбалансированная анестезия позволяет успешно провести хирургическую операцию. Слишком легкая анестезия приводит к пробуждению животного во время операции при сильном раздражении тканей и проявляется движением животного или даже криками, у такого пациента может развиться гипоксия и цианоз. Реакция анестезиолога на длительную задержку дыхания - снижение концентрации анестетика - может привести к слишком легкому наркозу и появлению чувствительности. Увеличение концентрации газа необходимо для углубления наркоза. Если кролик не интубирован, запах газа вызывает задержку дыхания и поступление газа прекращается, достижение хирургического наркоза затрудняется. Медленное увеличение концентрации газа после эффективной премедикации предотвращает задержку дыхания при использовании лицевой маски.

Эндотрахеальная интубация

Эндотрахеальная интубация (фото. 2) предотвращает появление проблем связанных с задержкой дыхания, позволяет вводить кислород и значительно снижает смертность. Эндотрахеальная интубация позволят также в случае необходимости проводить искусственную вентиляцию легких. Хорошее содержание после операции и адекватная анальгезия необходимы для уменьшения боли и стресса, восстановления аппетита и предотвращения развития липидоза печени.

Фото 2. Интубация кролика с визуализацией гортани

Прозрачная лицевая маска позволяет наблюдать за цветом слизистых оболочек. Необходимо иметь набор маленьких эндотрахеальных трубок (2,0-5,0 мм). Кролики имеют маленький дыхательный объем (4-6 мл/кг) и анестетик циркулирует в маленьком объеме. Хотя роторасширители использовать необязательно, они позволяют лучше следить за состоянием ротовой полости и гортани. Ларингоскоп с маленьким клинком (0 или 1) можно использовать для визуализации гортани  и облегчения интубации.

Пульсоксиметр

Как часть анестезиологического оборудования можно использовать пульсоксиметр (фото. 3), лучшим местом для его прикрепления является язык, но это невозможно, если для анестезии используется лицевая маска.  Удовлетворительный сигнал можно получить с паховых складок или с основания хвоста, если выщипать волосы и размещение сенсора возможно, также можно использовать ректальный зонд.

Фото 3. Пульсоксиметр

Возможность использования дыхательного монитора зависит от размеров кролика. Электрокардиограф можно использовать как сердечный монитор.  Ректальную температуру можно определять стандартным или цифровым термометром с дистанционным датчиком. Датчик должен быть смазан и осторожно введен в прямую кишку для постоянного контроля ректальной температуры весь период анестезии.

Таким образом, хорошее оборудование для анестезии, корректный подсчет доз и наблюдение за ходом анестезии кроликов делают ее безопаснее. Выбор методов наркоза животному и применяемых препаратов зависит от общего состояния пациента, характера и планируемой продолжительности операции, возможностями клиники и владельца, при этом важную роль играет практический опыт ветеринарного врача.

ЛИТЕРАТУРА

1. Пламб, Дональд К. Фармакологические препараты в ветеринарной медицине // М., 2002.- 856 с.
2. Aeschbacher, G. Rabbit anesthesia // Compendium on Continuing Education, 1995, 17, 1003–1011
3. Brodbelt DC, Blissitt KJ, Hammond RA, Neath PJ, Young LE, Pfeiffer DU, Wood JL. // The risk of death: the confidential enquiry into perioperative small animal fatalities. Vet Anaesth Analg. 2008 Sep;35(5):365-73
4. Calasans-Maia MD, Monteiro ML, Ascoli FO, Granjeiro JM. The rabbit as an animal model for experimental surgery // Acta Cir Bras.2009 Jul-Aug;24(4):325-8
5. Domestic Rabbits: Diseases and Parasites / N.M. Patton, K.W. Hagen, J.R. Gorham, and R.E. Flatt. Oregon State University, 2008. - 30 р.
6. Flecknell, P.A., Cruz, I.J., Liles, J.H., Whelan, G. Induction of anaesthesia with halothane and isoflurane in the rabbit: a comparison of the use of a face-mask or an anaesthetic chamber // Lab Anim., 1996; 30, 67–74
7. Gillett, C.S. Selected drug dosages and clinical reference data // In The Biology of the Laboratory Rabbit, 2nd edn. (P.J. Manning, D.H. Ringler, C.E. Newcomer, eds), Academic Press, 1994; pp 468–472
8. Grint NJ, Murison PJ. A comparison of ketamine-midazolam and ketamine-medetomidine combinations for induction of anaesthesia in rabbits // Vet Anaesth Analg. 2008 Mar;35(2):113-21
9. Inglis S, Strunk A. Rabbit anesthesia // Lab Anim (NY), 2009 Mar;38(3):84-5
10. Keeble E., Meredith A. Rabbit Medicine & Surgery (Self-assessment Colour Review) // Manson Publishing, Jan 2006, 192 р.
11. Lichtenberger M, Ko J. Anesthesia and analgesia for small mammals and birds // Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 2007 May;10(2):293-315
12. Mason D.E. Anesthesia, analgesia, and sedation for small mammals // In Ferrets, Rabbits and Rodents, Clinical Medicine and Surgery. (E.V. Hillyer, K.E. Quesenberry, eds). 1997. - pp 378–391
13. Rabbits: Health, Husbandry and Diseases / V.C.G. Richardson.  Blackwell Science Ltd, 2000.- 184  р.
14. Small Animal Clinical Pharmacology / Jill Maddison at al. - Elsevier Limited, 2008. - 589 p.